Topic description
Les sites d'adhésion cellulaire (IAS) sont des structures macromoléculaires complexes formant le lien physique entre la cellule et le milieu extracellulaire (MEC). Y connaitre l'organisation spatiale des protéines, leur état de connexions et leur dynamique est nécessaire pour déchiffrer comment ces complexes macromoléculaires remplissent leurs fonctions biologiques. L'une d'entre elles, la mécanotransduction par les récepteurs intégrines, convertit les forces mécaniques et les signaux provenant de la MEC en signaux biochimiques et est impliqué de manière critique dans de nombreux processus cellulaires comme l'adhésion, la migration jusqu'à la différentiation des cellules.
À l'échelle moléculaire, la mécanotransduction reposerait sur des changements conformationnels des protéines, induits par les forces au sein des sites d'adhésion. Cependant, la manière dont les forces mécaniques modèlent la conformation des protéines le long de l'axe matrice extracellulaire (ECM)–intégrine–taline–actine, et comment ces changements influencent l'architecture, la dynamique et les réponses mécaniques des IAS, reste encore mal comprise. Cette lacune de connaissances provient en grande partie du recours à des approches in vitro indirectes et de l'absence actuelle de techniques capables de quantifier, dans des cellules vivantes, les états conformationnels et/ou mécaniques des protéines.
L'objectif de cette thèse est : d'accéder à la localisation 3D, à la conformation et aux états de tension des protéines individuelles au sein des IAS. En collaboration avec S. Brasselet (Institut Fresnel, Marseille), nous développons une technique de localisation et de suivi de molécule unique qui mesure l'orientation 3D de la molécule au moyen de la polarisation de la fluorescence émise (Senthil Kumar et al, bioRxiv ). Combinée aux modalités PALM et sptPALM, techniques bien en place au laboratoire (Rossier et al, Nature Cell Biology ; Paszek et al, Nature ; Orré et al, Nature Communications ), la stratégie proposée permettra de cartographier au sein des IAS l'orientation des protéines clés (incluant les intégrines et leur ligands de la MEC, ainsi que la taline et l'actine), et de suivre la réponse dynamique des conformations des protéines individuelles en réponse aux forces intra et extracellulaires ; en modifiant activement les niveaux de force exercés sur les IAS à l'aide d'un dispositif d'étirement récemment mis au point en collaboration avec P. Nassoy (LP2N) (Massou Nat Cell Biol. ), nous atteindrons une compréhension moléculaire de la mécanotransduction des intégrines.
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Cell adhesion sites (IAS) are complex macromolecular structures that form the physical link between the cell and the extracellular environment (ECM). Understanding the spatial organization of proteins within these structures, their connectivity states, and their dynamics is essential to decipher how these macromolecular complexes fulfill their biological functions. One of these functions, integrin-mediated mechanotransduction converts mechanical forces and signals originating from the ECM into biochemical signals and plays a pivotal role in essential cellular processes. Its dysregulation contributes to severe pathologies, including cancer.
At the molecular scale, mechanotransduction is thought to rely on force-induced conformational changes in proteins within adhesion sites. However, how mechanical forces shape protein conformation along the extracellular matrix (ECM)–integrin–talin–actin axis, and how these changes influence IAS architecture, dynamics, and mechanical responses, remains poorly understood. This gap in knowledge largely stems from the reliance on indirect in vitro approaches and the current lack of techniques capable of quantifying protein conformational and/or mechanical (tensional) states in living cells.
The objective of this PhD project is: to access the 3D position, conformation, and tension states of individual proteins within IAS. In collaboration with S. Brasselet (Institut Fresnel, Marseille), we are developing a single-molecule localization and tracking technique that measures the 3D orientation of individual molecules through the polarization of the emitted fluorescence (Senthil Kumar et al., bioRxiv ). This approach will be combined with our team's established expertise in live super-resolution imaging (PALM) and single-protein tracking (sptPALM) (Rossier et al., Nature Cell Biology ; Paszek et al., Nature ; Orré et al., Nature Communications ). This multimodal strategy will enable mapping of the orientation of key proteins within IAS (including integrins and their ECM ligands, as well as talin and actin), and tracking the dynamic conformational responses of individual proteins to intra- and extracellular forces; intracellular actomyosin contractility will be modulated using pharmacological treatments, while extracellular forces will be precisely tuned using a stretching device recently developed (Massou Nat Cell Biol. ) in collaboration with P. Nassoy (LP2N). By actively controlling force levels and observing resulting molecular conformational changes in real time, this project aims to provide an unprecedented molecular-scale understanding of integrin mechanotransduction.
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Début de la thèse : 01/10/
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